酶誘導試驗需要設置3個不同的濃度，濃度水平需涵蓋預期人體內有效血藥濃度，最高濃度的選擇至少比平均的人體內的有效血藥濃度高一個數(shù)量級。如果在水相中溶解度很差，可以選擇有機溶劑作為其溶劑，如DMSO，但是需要控制有機溶劑在體系中加入量。

 

通常需要結合酶活性和mRNA兩個水平上的結果做結論，且mRNA水平更能真實反映誘導源頭上的效應，且更為敏感。僅測量酶活性主要存在問題是：當同時存在抑制作用時，可能會掩蓋誘導作用，而通過測量mRNA水平進行轉錄分析可解決該問題。且應通過陽性對照驗證系統(tǒng)，證明其中所有主要的CYP酶有功能且可被誘導。

 

CYP誘導的根源是藥物與主要核受體的結合從而使相應的mRNA表達量增高，從而導致CYP酶表達水平的升高。其中，CYP3A、CYP2C的核受體是孕烷X受體（PXR），CYP1A2的核受體是多環(huán)芳香烴受體（AhR），CYP2B6的核受體是組成型雄烷受體（CAR），而CYP2D6則未發(fā)現(xiàn)可被誘導。若體外試驗未見對 CYP3A4 酶的誘導，則可不必再評價對 CYP2C 酶的誘導作用；若在研藥物體外研究結果顯示可以誘導 CYP3A4，且結果提示應進一步開展臨床試驗，則需評估其誘導 CYP2C 的可能性。

 

一般情況下促變藥應多次給藥直至其達到穩(wěn)態(tài)后，再評價其對底物藥物的影響。若促變藥并非誘導劑或者時間依賴型抑制劑，并且可證明單次與多次給藥對酶/轉運體的影響相似時，可采用單次給藥進行 DDI 研究。

 

可能會有多種原因會導致該結果。首先，需要確認試驗過程是否存在問題，不同廠家的產(chǎn)品在使用上會存在或多或少的差異，我們需參照產(chǎn)品COA確認自己的試驗結果和廠家提供的數(shù)據(jù)是否存在差異。其次，確認肝細胞的質量是否達標，質量不好會直接影響試驗結果。質量的確認可以從復蘇存活率、維持狀態(tài)等多個方面進行考察。

 

本公司有專業(yè)的技術人員和完善的分析檢測平臺，可承接原代肝細胞相關項目，如果感興趣可與我們商務人員對接。

 

體外或體內研究的數(shù)據(jù)顯示UGT酶是候選藥物的主要代謝酶時，需要考慮進行UGT表型研究�；瘜W抑制法和重組酶法仍然是UGT酶表型研究的常用方法，但因UGT酶暫未篩選出較為全面的選擇性較強的抑制劑，重組酶法常為其首選方法，也是最有效的方法。

 

當IC50＜1 μM時，強烈推薦進行Ki值測定；當IC50為1~10 μM之間，較為接近有效濃度時，也可以考慮測定Ki值。

 

TDI是一種比可逆抑制帶來更嚴重的副作用的狀況，初步推薦單點法或2點法評估，高點可以為50×Cmax或劑量/250mL的0.1倍，一旦發(fā)現(xiàn)，則必須精確評估。

 

通常情況下，酶抑制試驗我們會檢測產(chǎn)物的生成量，會盡量選擇相對高的底物濃度，且保證選擇的孵育時間點是在線性反應時間點內。如果底物濃度過低，有可能會很快達到平衡，從而導致結果判定有誤或難以判斷。

 

文獻和資料中提到，IND申報需要使用單底物法進行酶抑制研究的，篩選型研究可以使用cocktail探針法。

 

建議試驗中設置平行，如果平行做不好，可能試驗系統(tǒng)問題存在。設置平行可確保組內精密度、準確度得到有效控制，也是試驗結果有效性的直接證據(jù)。 

 

對照組的目的是考察化合物本身在不同組分中的穩(wěn)定性，對照組結果穩(wěn)定是整個代謝試驗成立的前提條件。

 

初步判定可能是化合物在水相中溶解度不好或者化合物在水相環(huán)境中易水解導致的。若是由于在水相中溶解度不好導致，可優(yōu)化樣品前處理過程；若相同濃度化合物在水溶液和有機溶劑的響應相差50%以上，判定化合物易水解（0.1M PBS對某些化合物而言，可能存在基質效應，判定前需排除基質效應影響），不易進行體外代謝試驗，建議確認化合物發(fā)生藥效是化合物本身還是其水解產(chǎn)物。

 

孵育體系中有機溶劑的含量要控制在1%以內。孵育體系中發(fā)揮代謝作用的組分是酶，而酶的本質是蛋白，有機溶劑加入過多，會導致酶變性，活性降低或喪失，故孵育體系中要控制有機溶劑的加入量。