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高通量光合、呼吸及能量代謝測(cè)量技術(shù)

瀏覽次數(shù):3894 發(fā)布日期:2018-7-6  來(lái)源:本站 僅供參考,謝絕轉(zhuǎn)載,否則責(zé)任自負(fù)

隨著CO2等傳感器技術(shù)的創(chuàng)新發(fā)展,特別是熒光光纖O2傳感器技術(shù)的應(yīng)用,高通量測(cè)量微小生物如藻類等浮游植物、浮游動(dòng)物、魚類蟲卵、土壤微生物、果蠅、斑馬魚等呼吸與能量代謝,對(duì)于實(shí)驗(yàn)生物學(xué)研究、污染生態(tài)學(xué)與環(huán)境毒理學(xué)、環(huán)境科學(xué)與氣候變化研究等,都具有越來(lái)越重要的意義

早在2005年,為了實(shí)現(xiàn)個(gè)體水平上的海底無(wú)脊椎動(dòng)物胚胎(或幼蟲)的呼吸率的高通量測(cè)量,美國(guó)特拉華大學(xué)的Szela和Marsh把384孔微量滴定板改造成384個(gè)呼吸室/微型呼吸計(jì),采用平板讀取的熒光計(jì)對(duì)鹵蟲無(wú)節(jié)幼蟲的呼吸率進(jìn)行了持續(xù)實(shí)時(shí)的測(cè)量(參見下圖)。

Koster等(2008)則對(duì)海洋浮游動(dòng)物(橈足類幼蟲)呼吸進(jìn)行了實(shí)時(shí)監(jiān)測(cè),得到穩(wěn)定的線性呼吸率曲線(參見下圖)。

商業(yè)化的高通量呼吸測(cè)量系統(tǒng)的問(wèn)世,使得水生動(dòng)物的胚胎(或幼蟲)呼吸測(cè)量變得高效、精確,配合自動(dòng)化的水體環(huán)境因子調(diào)控的設(shè)備,魚類等水生動(dòng)物的胚胎和發(fā)育學(xué)研究變得方便快速。例如,2017年,美國(guó)加利福尼亞大學(xué)的Flynn和Todgham采用高通量呼吸測(cè)量技術(shù),對(duì)發(fā)育的南極魚代謝活動(dòng)進(jìn)行了測(cè)量和分析(參見下圖)。

美國(guó)海洋和大氣管理和研究局的(NOAA)Xaymara Serrano等(2018)使用200微升的高通量呼吸系統(tǒng)測(cè)量了兩個(gè)物種的加勒比礁珊瑚幼蟲的耗氧率(參見下圖)。研究團(tuán)隊(duì)的成員來(lái)自位于邁阿密的大西洋海洋和氣象實(shí)驗(yàn)室以及邁阿密大學(xué)海洋與大氣學(xué)院,他們研究了多種因子(如溫度、硝酸鹽富集)對(duì)幼蟲的活動(dòng)的影響,研究結(jié)果刊登在《Coral Reefs》雜志上,并在論文里詳細(xì)介紹了他們是如何使用該技術(shù)測(cè)量如此微小的生物的耗氧率。

不列顛哥倫比亞大學(xué)的Bernhardt等(2017),則利用200微升的高通量溶解氧測(cè)量技術(shù),對(duì)浮游植物細(xì)胞光照條件下的放氧量及黑暗條件下的氧氣消耗量進(jìn)行了測(cè)量分析,并計(jì)算其質(zhì)量歸一化代謝率(氧通量/總細(xì)胞體積)和光合作用的活化能。實(shí)驗(yàn)中使用了透明的PCR膜密封呼吸室,在3小時(shí)內(nèi)每隔15秒測(cè)量一次氧氣濃度(參見下圖)。

英國(guó)約克大學(xué)的Prendergast-Miller等(2017),借助高通量呼吸測(cè)量技術(shù)對(duì)土壤微生物耗氧率進(jìn)行測(cè)量進(jìn)而對(duì)土壤質(zhì)量進(jìn)行快速評(píng)估。該研究小組使用600微升的高通量呼吸測(cè)量系統(tǒng),通過(guò)實(shí)時(shí)測(cè)量不同土壤類型、蚯蚓處理及C源供給的土壤懸浮液的子樣品的2小時(shí)內(nèi)的氧氣消耗,發(fā)現(xiàn)蚯蚓能夠改變土壤微生物結(jié)構(gòu),進(jìn)而影響土壤微生物的耗氧率。

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1)高通量藻類光合-呼吸測(cè)量技術(shù)方案
2)高通量浮游動(dòng)物呼吸測(cè)量技術(shù)方案
3)高通量斑馬魚魚卵與魚苗發(fā)育期呼吸測(cè)量技術(shù)方案
4)高通量果蠅呼吸與能量代謝測(cè)量技術(shù)方案(CO2與O2測(cè)量)
5)高通量土壤呼吸/土壤微生物呼吸測(cè)量技術(shù)方案


參考文獻(xiàn):
Szela T L, Marsh A G. Microtiter plate, optode respirometry, and inter-individual variance in metabolic rates among nauplii of Artemia sp[J]. Marine Ecology Progress, 2005, 296:281-289.
Köster M, Krause C, Paffenhöfer G. Time-series measurements of oxygen consumption of copepod nauplii[J]. Marine Ecology Progress, 2008, 353(01):157-164.
Flynn E E, Todgham A E. Thermal windows and metabolic performance curves in a developing Antarctic fish.[J]. Journal of Comparative Physiology B, 2017, 188(2):1-12.
Serrano X M, Miller M W, Hendee J C, et al. Effects of thermal stress and nitrate enrichment on the larval performance of two Caribbean reef corals[J]. Coral Reefs, 2018, 37(1):173-182.
Bernhardt J, Sunday J M, O'Connor M I. An empirical test of the temperature dependence of carrying capacity[J]. bioRxiv, 2017: 210690.
Prendergastmiller M T, Thurston J, Taylor J, et al. Rapid determination of soil quality and earthworm impacts on soil microbial communities using fluorescence-based respirometry[C]// EGU General Assembly Conference. EGU General Assembly Conference Abstracts, 2017.
Mclamore E S, Garland J L, Mackowiak C, et al. Development and validation of an open source O2-sensitive gel for physiological profiling of soil microbial communities[J]. J Microbiol Methods, 2014, 96(1):62-67.

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